Каллусные клетки и ткани. Каллусогенез. Дифференцировка тканей

ДЕДИФФЕРЕНЦИРОВКА КАК ОСНОВА КАЛЛУСОГЕНЕЗА

Культура изолированных тканей обычно представлена каллусными и гораздо реже опухолевыми тканями. Каллусная ткань об­разуется в результате повреждения на целых растениях, а также в стерильной культуре на эксплантах — фрагментах ткани или органа, используемых для получения первичного каллуса. Возникно­вение каллуса связано с неорганизованным делением (пролифе­рацией) дедифференцированных клеток. Дедифференцировка — основа создания каллусной ткани. В процессе дифференцировки клетки теряют способность делиться. Дедифференцировка — это возвращение клеток в меристематическое состояние, при кото­ром они сохраняют способность к делению. У интактных растений дедифференцировка и индукция каллусогенеза возникают вслед­ствие образования раневых гормонов (травматиновая кислота) при механическом повреждении. Обязательное условие дедифференцировки тканей экспланта и превращения их в каллусные клетки, помимо повреждения, — присутствие ауксинов и цитокининов. Среди ауксинов чаще всего используют 2,4-D (2,4-дихлорфенок-сиуксусную кислоту), ИУК (индолил-3-уксусную кислоту), НУК (а-нафтилуксусную кислоту), причем наибольшую активность проявляет 2,4-D. Из цитокининов в искусственные питательные среды обычно вносят кинетин, 6-БАП (6-бензиламинопурин), зеатин. Наиболее активны 6-БАП и зеатин. Функции этих двух групп гормонов в каллусогенезе разные, но они тесно связаны между собой. Ауксины вызывают процессы дедифференцировки клетки, подготавливают ее к делению. Затем цитокинины инициируют деление клеток. Последние исследования свидетельствуют, что аук­сины индуцируют синтез главной протеинкиназы клеточного де­ления Рз4^сас2, а цитокинины — циклинов. Таким образом, дей­ствие этих гормонов проявляется только при последовательном или одновременном внесении их в среду. Кроме того, оно будет зависеть от физиологического состояния клеток экспланта, от их компетентности к действию тех или иных внешних факторов. Ре­зультаты исследований показали, что полисахариды и какие-то неизвестные индукторы тоже могут вызывать деление клеток, при­водящее к образованию каллуса.

Во время процесса дедифференциации, который у всех клеток сходен, клетки должны утратить характерные черты исходной ткани. В первую очередь они теряют запасные вещества — крахмал, бел­ки, липиды. В них разрушаются специализированные клеточные органеллы, в частности хлоропласта, но возрастает число амилопластов. Кроме того, разрушается аппарат Гольджи, перестраи­ваются эндоплазматический ретикулюм и элементы цитоскелета.

Через несколько часов после перенесения экспланта в условия in vitro начинается новый синтез белка. Он связан, вероятно, с механическим повреждением и действием гормонов, сохранив­шихся в экспланте с момента его изоляции из растения. Когда данные гормоны израсходуются, синтез белка прекращается. Если в это время клетки будут культивироваться на питательной среде, содержащей ауксины и цитокинины, то начнется каллусогенез, т.е. в результате дедифференцировки и деления клеток будет

образовываться первичный каллус. Таким образом, специализи­рованная клетка растительной ткани становится каллусной в ре­зультате дедифференцировки, т.е. восстановления у нее способ­ности к делению.

 ТИПЫ КУЛЬТУР КЛЕТОК И ТКАНЕЙ

В зависимости от способа, условий культивирования и проис­хождения можно выделить несколько типов культур клеток и тка­ней. Если культивирование происходит поверхностно на агаризованной питательной среде, то образуется каллусная ткань. Она не имеет четко выраженной структуры, но может различаться по плотности. Происхождение и условия выращивания определят, будет ли каллусная ткань рыхлой, средней плотности или плот­ной. Рыхлая каллусная ткань имеет сильно оводненные клетки, легко распадается на небольшие группы клеток и кластеры и по­этому может быть использована для получения суспензионной культуры. Ткань средней плотности характеризуется хорошо выра­женными меристематическими очагами. В ней легко инициируют­ся процессы органогенеза. Наконец, у плотных каллусных тканей различают зоны редуцированного камбия и трахеидоподобных элементов:

Существует также суспензионная культура клеток, которую вы­ращивают в жидкой питательной среде, так называемое глубин­ное культивирование. Клеточные суспензии образуются как из каллусных тканей, так и непосредственно из экспланта. Для полу­чения суспензионных культур предпочтительнее брать каллусы рых­лого типа. Если для этой цели необходимо использовать плотный каллус, то его можно разрыхлить, исключив из питательной среды соли Са²⁺. С этой же целью можно культивировать ткань на среде, содержащей ауксин 2,4-D или ферменты — пектиназу (0,2 мг/л) и целлюлазу (0,01 мг/л). Наилучший эффект достигается при добав­лении ферментов. Суспензионные культуры клеток можно полу­чить и непосредственно из экспланта по методу Ф. Стюарда. Для этого эксплант помещают в жидкую среду при постоянном авто­матическом перемешивании. Дедифференцированные клетки от­рываются от экспланта, образуя суспензию в питательной среде. Постоянное встряхивание — необходимое условие культивирова­ния клеточных суспензий. Суспензионные клетки делятся в при­сутствии тех же двух групп гормонов (ауксинов и цитокининов), которые индуцируют деление клеток в каллусных тканях. Следо­вательно, можно сказать, что суспензионные культуры представ­лены разными агрегатами каллусных клеток.

Клеточные суспензии играют значительную роль в биотехноло­гии. Они могут быть использованы для получения изолированных протопластов, которые применяют для клеточной селекции, при введении чужеродных ДНК и других процессах. Клеточные суспен­зии культивируют в больших количествах для получения вторич­ных метаболитов, выявления новых веществ, для выращивания клеточной биомассы. Однако увеличение клеточной биомассы в результате деления клеток и синтез вторичных метаболитов разоб­щены во времени. Поэтому необходимо хорошо знать физиологию, свойства клеток в суспензионных культурах, чтобы получить макси­мальный выход продукта. Состояние клеточных суспензий характе­ризуется плотностью клеточной популяции. За 14 —16 дней (сред­няя длительность пассажа) плотность обычно повышается от 5-10⁴ до 5-10⁶ кл/мл. Качество суспензии определяется степенью агрегированности. Агрегаты должны содержать не более 10 — 12 клеток.

Большой интерес представляет культура одиночных клеток. Ее применяют в клеточной селекции для отбора гибридных клеток и их клонирования, а также для генетических и физиологических исследований. Например, вопрос о причинах генетической неод­нородности легче решать, используя клон-потомство одной клет­ки, а не гетерогенную ткань исходного экспланта.

Однако культивирование одной или нескольких клеток связа­но с определенными трудностями, состоящими в том, что оди­ночная клетка живет, но не делится в тех условиях, которые раз­работаны для нормального роста и размножения клеток каллусной ткани. Поэтому при культивировании одиночных клеток по­требовалась выработка специальных методов. Все они основаны на использовании так называемого «кондиционирующего факто­ра» — метаболитов, выделяемых в среду делящимися клетками. Когда на питательную среду высаживается одна клетка или не­большое их количество, они не делятся, так как выделяемого кон­диционирующего фактора не хватает для индукции деления. Сле­довательно, необходимо повысить концентрацию фактора в пи­тательной среде. Этой цели служат следующие методы:

1. Метод ткани-«няньки» — кондиционирующий фактор выде­ляется находящимися рядом с одиночной клеткой кусочками ткани-«няньки» (рис. 7.1).
2. Метод «кормящего слоя» — кондиционирующий фактор вы­деляют активно делящиеся клетки суспензионной культуры того же вида растений, что и одиночная клетка (рис. 7.2).
3. Кондиционирование среды — осуществляется путем добав­ления в нее питательной среды, отфильтрованной от интенсивно делящихся клеток.
4. Метод культивирования одиночных клеток — осуществляется в микрокапле, т.е. в очень малом объеме («20 мкл) богатой пита­тельной среды (Ю.Ю.Глеба).

Точно сказать, что представляет собой кондиционирующий фактор, пока невозможно. Согласно исследованиям А.И.Павло­вой и Р. Г. Бутенко (1969), этот фактор водорастворим, термоста­билен, не заменяется фитогормонами, включает низкомолекуляр­ные вещества. Химическая природа кондиционирующего фактора доказывается с помощью довольно простого эксперимента. Если разделить одиночные клетки и ткань-«няньку» стеклянной плас­тиной, то деления клеток не наступает. Если вместо пластин по­местить целлофан, то хотя и с задержкой начинается деление оди­ночных клеток (рис. 7.3).

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА КАЛЛУСНЫХ КЛЕТОК

Каллусная клетка имеет свой цикл развития, аналогичный циклу всех других клеток: деление, растяжение, дифференцировку, старение и отмирание. Дифференцировку каллусных клеток принято называть вторичной. Однако ее не следует путать с вто­ричной дифференцировкой, на которой основан морфогенез. Рост каллусных тканей подчиняется общим закономерностям. Кривая роста каллусных тканей также имеет характер 5-образной кривой (ростовая кривая Сакса) и включает пять фаз, длительность кото­рых неодинакова у разных видов растений (рис. 7.4).

Первая фаза — латентная, или лаг-фаза, заключается в подготов­ке клеток к делениям. Вторая — фаза экспоненциального роста (лога­рифмическая). В это время митотическая активность наибольшая, рост идет с ускорением, масса каллуса увеличивается. Третья фаза — линейная, характеризу­ется постоянной скоростью ро­ста каллусной массы. Четвертая — фаза замедленного роста, во вре­мя которой интенсивность деле­ния клеток резко снижается. Во время пятой фазы — стационар­ной — масса каллуса не увели­чивается, так как начавшееся от­мирание клеток еще компенси­руется за счет их деления. Далее следует отмирание каллуса.

Культивируемые каллусные клетки и ткани сохраняют мно­гие физиологические особенно­сти, свойственные клеткам рас­тения, из которого они были по­лучены. Сохраняются, например, такие свойства, как морозостойкость, устойчивость к абиотическим факторам (температура, засоление, фотопериодическая реакция), а главное, хотя и в разной степени, способность к синтезу вторичных метаболитов. Наряду с общими у каллусных клеток появляются свои, характерные только для них особенности. Например, длительно куль­тивируемые in vitro клетки высших растений, как каллусные, так и суспензионные, образуют специфическую популяцию, относящую­ся к типу неполовых, — популяцию соматических клеток. Наиболее характерные свойства этой популяции — физиологическая асинхронность и генетическая гетерогенность.

Физиологическая асинхронностъ — наиболее важное свойство не­половой популяции. Оно заключается в том, что в каждый дан­ный момент времени клетки находятся в разных фазах роста: одни делятся, другие растут, а третьи уже стареют. Поэтому общее фи­зиологическое состояние такой популяции принято оценивать по состоянию большинства клеток.

Причины возникающей асинхронности весьма разнообразны:

1. Особенности вида, сорта, генотипа индивидуального расте­ния, а также особенности экспланта.
2. Стрессы культивирования, например неоптимальная для дан­ного вида клеток среда.
3. Изменение баланса эндогенных гормонов и концентрации в среде экзогенных гормонов в течение выращивания.
4. Генетическая гетерогенность клеток и клонов.
5. Аномалия митотического цикла клеток in vitro.
6. Физические факторы (температура, свет, аэрация).

Асинхронность — устойчивое свойство популяции каллусных клеток. Если с помощью специфических воздействий синхрони­зировать пролиферацию клеток популяции, то уже через 3—4 де­ления она вновь становится асинхронной.

Генетическая гетерогенность — свойство клеток соматической популяции (нестабильность генома и их генетическая гетероген­ность). Генетически стабильными считаются только клетки меристематических тканей. В клетках остальных тканей при куль­тивировании могут возникать полиплоидия, анеуплоидия, хро­мосомные аберрации, генные мутации. Однако генетическую ге­терогенность нельзя рассматривать как недостаток, так как она является необходимым условием существования популяции кле­ток и служит основой для их адаптации.

В качестве причин появления генетической гетерогенности можно назвать следующие:

1. Генетическая гетерогенность исходного материала. В растени­ях клетки характеризуются различной плоидностью, диплоидны только активно делящиеся меристематические клетки.
2. Нарушение коррелятивных связей при выделении первично­го экспланта из растения.
3. Действие компонентов среды. Экзогенные гормоны и стиму­ляторы могут оказывать мутагенное действие. Ауксины, особенно
   2,4-D, входящие в состав питательных сред, — мутагены; цитокинины способствуют полиплоидизации клеток.
4. Длительное субкультивирование, при котором накапливают­ся генетически измененные каллусные клетки.

После 5 — 6 пересадок новый кариотип клеточной популяции, как правило, стабилизируется, если условия культивирования остаются постоянными. В противном случае изменение физичес­ких или трофических факторов приведет к новым генетическим изменениям.

Генетическая нестабильность каллусных клеток имеет большое значение для селекционной работы, так как позволяет отбирать штаммы клеток с измененным генотипом. Эти клетки могут обла­дать уникальными свойствами: повышенной устойчивостью к неблагоприятным факторам, повышенной продуктивностью и т.д. Однако генетическая гетерогенность популяций каллусных кле­ток в культуре не влияет на сохранение в их геноме основных качеств вида и растения-донора.

Гормоннезависимостъ. Хотя гормоны и вызывают мутации, кал­лусные ткани от большинства растений образуются только в при­сутствии в питательной среде и ауксинов, и цитокининов. Ис­ключение составляют, например, незрелые зародыши пшеницы и семядоли подсолнечника. Первые образуют каллусную ткань на питательной среде с 2,4-D, но без цитокининов. Вторые, на­против, — на среде, содержащей цитокинины, но без ауксинов.

Вероятно, такая специфика связана с эндогенным содержанием фитогормонов и с компетентностью клеток. Однако при длитель­ном культивировании практически у всех тканей может возникать специфическое свойство гормоннезависимости, т.е. автономности по отношению к ауксинам и цитокининам. Эти ткани могут расти на среде без гормонов, что делает их похожими на опухолевые клетки и резко отличает от нормальных каллусных тканей. Внешне же та­кие гормоннезависимые ткани ничем не отличаются от каллусных. Клетки, которые в процессе культивирования приобрели свой­ство автономности от присутствия в среде гормонов, называются «привыкшими». Ткани, образованные такими «привыкшими» клет­ками, называют «химическими опухолями» в отличие от расти­тельных или генетических опухолей. Генетические опухоли возника­ют на межвидовых гибридах растений. Растительные опухоли име­ют бактериальное или вирусное происхождение. Чаще всего расти­тельные опухоли возникают при попадании в растения агробактерий. Так, Agrobacterium tumefaciens вызывает образование коронча­тых галлов, A. rhizodenes — бородатого корня, A. rubi — стеблевого галла. Превращение растительных клеток в опухолевые связано с проникновением в них ДНК бактериальной клетки, так называе­мой Ti-плазмиды, которая значительно изменяет свойства клет­ки, в том числе экспрессирует гены, контролирующие синтез аук­синов и цитокининов. Гормоннезависимость «привыкших» клеток связана с изменением активности собственных генов, ответствен­ных за синтез белков-ферментов, участвующих в синтезе гормо­нов. Таким образом, «привыкшим» тканям и растительным опу­холям в равной степени свойственна гормоннезависимость, но у растительных опухолей она носит генетический характер. У «при­выкших» клеток это свойство достигается главным образом за счет эпигеномных изменений. Существует еще одна особенность, по­зволяющая отличить «привыкшие» и опухолевые клетки от обыч­ных каллусных. Обычно ни опухолевые, ни «привыкшие» ткани не способны к нормальной регенерации. Они могут образовывать уродливые органоподобные структуры, так называемые тератомы. В отдельных случаях у длительно культивируемых тканей удается отодвинуть порог «привыкания» благодаря изменению состава питательных сред и добиться регенерации нормального растения.

МОРФОГЕНЕЗ В КАЛЛУСНЫХ ТКАНЯХ КАК ПРОЯВЛЕНИЕ ТОТИПОТЕНТНОСТИ РАСТИТЕЛЬНОЙ КЛЕТКИ

Дифференцировка каллусных тканей. Одна из наиболее инте­ресных, но сложных проблем в биологии — развитие многокле­точных организмов. Изучение данного вопроса возможно несколькими путями. Так, большое распространение получило моделиро­вание процессов онтогенеза на более простых системах. При этом используют изолированные ткани, клетки, протопласты, культи­вируемые в стерильных условиях. Преимущество этого процесса состоит в том, что нет необходимости постоянно учитывать ре­зультаты взаимодействия органов в целостной системе раститель­ного организма. Кроме того, экспериментатор сам имеет возмож­ность выбирать, изменять и повторять условия опыта в соответ­ствии с поставленной задачей. После завершения дедифференцировки дальнейшее развитие каллусной клетки может идти в не­скольких направлениях. Во-первых, это вторичная дифференци­ровка разной степени сложности. Во-вторых, в клетке может сфор­мироваться состояние стойкой дедифференцировки («привыка­ние»), а следовательно, способность расти на безгормональной среде. В-третьих, каллусная клетка проходит свой цикл развития, завершающийся ее старением и отмиранием.

Наибольший интерес вызывает первый путь, фактически пред­ставляющий морфогенные процессы. В культуре каллусных тканей морфогенезом называют возникновение организованных струк­тур из неорганизованной массы клеток.

Вторичная дифференцировка каллусной клетки может завер­шиться образованием в каллусной ткани отдельных дифференци­рованных клеток. Они имеют определенное строение и выполняют специфические функции. Примером служит образование эпибластов — клеток, в которых запасаются вторичные метаболиты. Это наиболее простой тип дифференцировки каллусной клетки. Более сложная гистологическая дифференцировка завершается образо­ванием в каллусе различных тканей: млечников, волокон, три­хом, элементов ксилемы (трахеи и трахеиды) и флоэмы (сито­видные трубки и клетки-спутницы). К самым сложным видам вто­ричной дифференцировки относятся органогенез — образование органов и соматический эмбриогенез — образование из сомати­ческих клеток эмбриоидов, биполярных зародышеподобных струк­тур. Все эти типы дифференцировки возможны только благодаря тотипотентности: любая растительная клетка содержит полный набор генов, характерный для того организма, из которого она была выделена. Потенциальные возможности всех клеток этого рас­тения одинаковы; каждая из них в определенных условиях может дать начало целому организму. Однако выяснено, что реально де­терминируется только одна из 400—1000 клеток, что, вероятно, связано с физиологическим состоянием клетки, с ее компетент­ностью. Так, у эксплантов стеблевого происхождения компетент­ны к действию экзогенных фитогормонов и, следовательно, спо­собны к морфогенезу только клетки эпидермальных и субэпидермальных тканей (Тран Тан Ван, 1981). Однако компетентность клеток может приобретаться ими в процессе культивирования каллусной ткани, в условиях, индуцирующих морфогенез. Время, в течение которого в каллусных клетках возникает это свойство, изменяется в широких пределах. Кроме того, существенную роль в дифференциации играют генотип растения-донора, условия и физические факторы культивирования.

Все каллусные клетки, готовые ко вторичной дифференцировке, т. е. детерминированные, характеризуются общими чертами. Эти клетки — «клетки-инициали»— образуют утолщенную клеточную стенку, обособляясь от остальных каллусных клеток. Для них ха­рактерно более крупное ядро, большее количество запасных ве­ществ, меньшие размеры вакуолей. В «клетках-инициалях» начи­нается синтез определенных белков, интенсифицируется пентозофосфатный путь расщепления гексоз. Очень важно, что между этими клетками, формирующими меристематические очаги, восстанавливаются плазмодесмы, которые практически отсутству­ют в массе каллусных клеток.

Интересное предположение было высказано Л. Саксом и С. Тойвоненом (1963). Оно сводится к тому, что существует минималь­ная масса каллусных клеток, которая определяет способность уже детерминированных клеток к дальнейшему морфогенезу. Это под­твердилось в опытах с культурой семядолей ели: детерминация адвентивных побегов происходила в клеточных комплексах из 5 — 6 клеток (Б. С. Флинн и др., 1988). В исследованиях С.Номура и А. Комамине (1989) было показано, что развитие соматических зародышей детерминируется в 6— 10-клеточном агрегате.

Гистогенез. Главную роль в преобразовании каллусных клеток в сосудистые элементы играют фитогормоны, в основном ауксины. Опыты по влиянию апикальной меристемы побега (место синтеза ауксинов) на гистогенез в каллусной ткани показали, что ниже места прививки апекса в каллусной ткани начинали образовы­ваться сосудистые элементы. Тот же эффект наблюдался при на­несении на каллус ауксина с сахарозой. Интересно, что повыше­ние концентрации сахарозы способствовало образованию элемен­тов флоэмы, а понижение — образованию ксилемных элементов. Причем такое действие оказывала совместно с ауксином только сахароза, что позволяет говорить о ее регуляторной роли. Добав­ление к гормону других Сахаров гистогенеза не вызывало. В неко­торых случаях стимуляторами гистогенеза помимо ауксинов могут быть и остальные фитогормоны. Так, было отмечено, что в кал­лусных тканях сои этот процесс начинается под действием гиббе-релловой кислоты и этилена.

Органогенез. Первые работы Ф.Скуга и С.Миллера по влия­нию ауксинов и открытого ими кинетина на органогенез в каллу­сах растений показали прямую зависимость этого процесса от со­отношения фитогормонов. Преобладание концентрации ауксина над цитокинином вызывает дифференцировку клеток, приводящую к образованию корневой системы. В этом случае регенерации целого растения не происходит. При увеличении концентрации цитокинина и уменьшении ауксина начинаются стеблевой орга­ногенез и образование побега. Если его пересадить на свежую пи­тательную среду с преобладанием ауксина, то наблюдается обра­зование корней и регенерация целого растения. В настоящее время доказано, что для прохождения органогенеза очень большое зна­чение имеют принадлежность растения-донора к классу двудоль­ных или однодольных, его генотип, а также тип экспланта. Кроме того, морфогенез можно получить только при условии подбора оптимальной питательной среды, определенных физических фак­торов, балансе фитогормонов, присутствии сигнальных белков и белков-акцепторов в клетках.

Среди компонентов, входящих в состав питательных сред, важ­ную роль играют ионы NH₄⁺ и NO₃~. Присутствие аммонийного азота важно для начала морфогенеза, а добавление нитратного азота способствует росту и развитию образовавшихся структур. Фитогормоны, используемые для стимуляции органогенеза, не ограничиваются теперь только ауксинами и цитокининами. С этой целью в питательную среду вводят другие классы фитогормонов: абсцизины, гиббереллины, этилен.

Влияние типа экспланта на морфогенез было четко показано в работах Н. П. Аксеновой, Т. В. Бавриной, Т. Н. Константиновой. Они установили, что только экспланты, выделенные из верхних меж­доузлий, могут образовывать каллус, способный к флоральному морфогенезу. Каллусы, полученные на эксплантах из нижних меж­доузлий, давали начало только вегетативным органам.

Вопрос о механизме запуска вторичной дифференцировки у каллусных клеток остается открытым. В настоящее время самое раннее событие, связанное с морфогенезом, — это появление тканеспецифичных белков. Установлено, что все морфогенетические измене­ния активируются и (или) контролируются специальными генами.

Соматический эмбриогенез. При соматическом эмбриогенезе клетка-инициаль дает начало зиготе. Регенерант, образующийся из соматического зародыша, полностью сформирован, что устраня­ет лишние затраты по укоренению полученных при органогенезе побегов. Кроме того, соматические эмбриоиды точнее воспроизво­дят генотип исходного растения по сравнению с растениями-регенерантами, полученными в результате органогенеза. Соматические зародыши представляют и чисто практический интерес, так как могут быть использованы для получения искусственных семян.

Соматический эмбриогенез очень важен для фундаментальных наук. Он позволяет изучать механизмы эмбриогенеза, так как по­чти все его фазы, за исключением первой, в растении и в культу­ре тканей совпадают. Наиболее ранняя из изученных фаз детерми­нации клетки по эмбриональному пути развития состоит в приобретении ею свойств полярности. Так, при определении плотно­сти биоэлектрического потенциала для четырех морфогенных кле­ток оказалось, что максимальная плотность электрического тока была на полярных полюсах этой группы клеток. Переход клеток в следующую фазу эмбриогенеза сопровождался значительным по­вышением плотности тока. Предполагается, что морфогенные клет­ки могут поддерживать полярность за счет активного базипетального транспорта эндогенного ауксина, градиента биоэлектричес­ких потенциалов, градиента ионов кальция.

В связи с этим особый интерес представляют работы Ю. Б.Дол­гих (1994), в которых было установлено, что слабый постоянный электрический ток (2 мкА) может быть индуктором эмбриогенеза. Соматический эмбриогенез фактически не зависит от экзогенных фитогормонов, только развитие сформировавшихся соматических зародышей начинается в отсутствие ауксинов в среде. Однако со­держание эндогенных фитогормонов имеет решающее значение для индукции эмбриогенеза.

На регуляцию морфогенеза существенно влияет качество света. Показано (Л. Коппель, 1992), что морфогенный каллус образует­ся чаще на синем свету, чем на белом или красном. Изменения на уровне индивидуальных белков во время реализации морфогенетической программы в культуре тканей позволили говорить о су­ществовании белков развития. Однако отсутствие специфических тестов на эти белки не позволяет их выявить. Вместе с тем при использовании гибридов, продуцирующих моноклональные антитела на мембранные белки соматических зародышей, удалось выявить полипептид с молекулярной массой 45 кДа, который встречается в ядре нескольких видов растений и возможно уча­ствует в регуляции клеточного деления (Г.Смит и др., 1988). В настоящее время большое внимание уделяется генетическому ас­пекту морфогенеза, изучению соматического эмбриогенеза как генетически наследуемого признака. Роль основного двигателя процесса развития отводится дифференциальной активности ге­нов. Предполагается, что гены, контролирующие соматический эмбриогенез, начинают экспрессироваться в критические перио­ды развития эмбриоидов (Н.А.Моисеева, 1991).

ИЗОЛИРОВАННЫЕ ПРОТОПЛАСТЫ, ИХ ПОЛУЧЕНИЕ И КУЛЬТИВИРОВАНИЕ

Впервые термин «изолированные протопласты» был предложен Д. Ханстейном в 1880 г. Протопласт в целой клетке можно наблю­дать во время плазмолиза. Изолированный протопласт — это содер­жимое растительной клетки, окруженное плазмалеммой. Целлю­лозная стенка у данного образования отсутствует. Изолированные протопласты — одни из наиболее ценных объектов в биотехноло­гии. Они позволяют исследовать различные свойства мембран, а также транспорт веществ через плазмалемму. Главное их преиму­щество состоит в том, что в изолированные протопласты достаточ­но легко вводить генетическую информацию из органелл и клеток других растений, прокариотических организмов и из клеток жи­вотных. Е. Коккинг установил, что изолированный протопласт бла­годаря механизму пиноцитоза способен поглощать из окружающей среды не только низкомолекулярные вещества, но и крупные моле­кулы, частицы (вирусы) и даже изолированные органеллы.

Большое значение в создании новых форм растений для изуче­ния взаимодействия ядерного генома и геномов органелл имеет способность изолированных протопластов сливаться, образуя гиб­ридные клетки. Таким способом можно добиться получения гиб­ридов от растений с разной степенью таксономической удален­ности, но обладающих ценными хозяйственными качествами.

Впервые протопласты были выделены Дж. Клернером в 1892 г. при изучении плазмолиза в клетках листа телореза {Stratiotes abides) во время механического повреждения ткани. Поэтому этот метод назван механическим. Он позволяет выделить лишь небольшое ко­личество протопластов (выделение возможно не из всех видов тка­ней); сам метод длительный и трудоемкий. Современный метод вы­деления протопластов заключается в удалении клеточной стенки с помощью поэтапного использования ферментов для ее разруше­ния: целлюлазы, гемицеллюлазы, пектиназы. Этот метод получил название ферментативного.

Первое успешное выделение протопластов из клеток высших растений данным методом сделано Е. Коккингом в 1960 г. По срав­нению с механическим ферментативный метод имеет ряд пре­имуществ. Он позволяет сравнительно легко и быстро выделять большое количество протопластов, причем они не испытывают сильного осмотического шока. После действия ферментов смесь протопластов пропускают через фильтр и центрифугируют для уда­ления неразрушенных клеток и их осколков.

Выделить протопласты можно из клеток растительных тканей, культуры каллусов и суспензионной культуры. Оптимальные усло­вия для изоляции протопластов для разных объектов индивидуаль­ны, что требует кропотливой предварительной работы по подбору концентраций ферментов, их соотношения, времени обработки. Очень важным фактором, позволяющим выделять целые жизне­способные протопласты, является подбор осмотического стабилиза­тора. В качестве стабилизаторов обычно используют различные сахара, иногда ионные осмотики (растворы солей СаС1₂, Na₂HPO₄, КС1). Концентрация осмотиков должна быть немного гипертонична, что­бы протопласты находились в состоянии слабого плазмолиза. В этом случае тормозятся метаболизм и регенерация клеточной стенки.

Изолированные протопласты можно культивировать. Обычно для этого используют те же среды, на которых растут изолирован­ные клетки и ткани. Сразу же после удаления ферментов у прото­пластов в культуре начинается образование клеточной стенки. Протопласт, регенерировавший стенку, ведет себя как изолиро­ванная клетка, способен делиться и формировать клон клеток. Регенерация целых растений из изолированных протопластов со­пряжена с рядом трудностей. Получить регенерацию через эмбрио­генез удалось пока только у растений моркови. Стимуляцией пос­ледовательного образования корней и побегов (органогенез) до­бились регенерации растений табака, петунии и некоторых дру­гих растений. Следует отметить, что протопласты, изолированные из генетически стабильной клеточной культуры, чаще регенери­руют растения и с большим успехом используются при исследо­ваниях генетической модификации протопластов.